Patogenesitas blastospora dan konidia Lecanicillium lecanii Zare & Gams terhadap Helopeltis bradyi Waterhouse (Hemiptera: Miridae)

Pathogenicity of blastospores and conidia of Lecanicillium lecanii Zare & Gams on Helopeltis bradyi Waterhouse (Hemiptera: Miridae)

Abstract

Helopeltis bradyi, merupakan salah satu hama perkebunan teh yang menyebabkan kerusakan hingga penurunan hasil produksi tanaman. Cendawan Lecanicillium lecanii sebagai musuh alami merupakan pengendalian alternatif yang telah diteliti untuk menekan perkembangan dan populasi H. bradyi. Penelitian bertujuan mengetahui patogenesitas blastospora dan konidia terhadap mortalitas, serta dampaknya terhadap kemampuan makan dan reproduksi H. bradyi. Penelitian menggunakan rancangan acak lengkap dengan sepuluh perlakuan dan lima ulangan, termasuk kontrol positif (insektisida deltametrin), kontrol negatif (akuades), serta konsentrasi blastospora (2,45 × 10⁶ hingga 2,45 × 10⁹ blastospora/ml) dan konidia (2,78 × 10⁶ hingga 2,78 × 10⁹ konidia/ml) L. lecanii. Hasil penelitian menunjukkan bahwa L. lecanii dengan konsentrasi 2,78 × 10⁹ konidia/ml menyebabkan kematian H. bradyi sebesar 86% dan rata-rata 223,89 tusukan pada 7 hari setelah aplikasi. LC₅₀ dan LT₅₀ konidia L. lecanii lebih rendah, yaitu 6,62 × 10⁵ konidia/ml dan 4,44 hari dibandingkan dengan blastospora, yaitu 2,20 × 10⁷ blastospora/ml dan 5,37 hari. Aplikasi L. lecanii dengan konsentrasi 2,45 × 10⁹ blastospora/ml menghasilkan jumlah telur terendah, yaitu 5,40 butir. Blastospora maupun konidia L. lecanii terbukti efektif dalam mengendalikan H. bradyi. Konidia memberikan hasil terbaik dalam mortalitas dan pengurangan aktivitas makan nimfa instar III, sementara blastospora juga efektif meskipun dengan hasil yang sedikit lebih rendah. Hasil penelitian ini menunjukkan L. lecanii dapat menjadi alternatif pengendalian hama yang ramah lingkungan dan berkelanjutan dibandingkan insektisida sintetik.

PENDAHULUAN

Helopeltis bradyi Waterhouse (Hemiptera: Miridae) merupakan salah satu hama utama pada tanaman teh (Sari et al., 2019), yang keberadaannya dapat menimbulkan kerugian yang signifikan terhadap hasil produksi (Asmara et al., 2021). Pada tanaman teh, H. bradyi menyebabkan deformasi pada pucuk tanaman dan mengganggu pertumbuhan sehingga dapat mengurangi produksi daun baru. Serangan pada daun menyebabkan munculnya bercak transparan yang berubah warna menjadi cokelat, kemudian berkembang menjadi nekrosis dengan gejala daun menguning, mengerut, dan mengering (Rahmah et al., 2023).

Dalam upaya mengatasi serangan hama tersebut, petani umumnya mengendalikan dengan menggunakan insektisida sintetik. Namun, penggunaan insektisida sintetik memiliki sejumlah keterbatasan, di antaranya adalah adanya residu pada hasil pertanian, terjadi resistensi hama, resurgensi hama, dan dampak negatif pada organisme non-target dan lingkungan (Horowitz et al., 2020);(Zhu et al., 2023);(Rani et al., 2021). Dengan demikian, menemukan metode pengendalian alternatif yang efektif dan berkelanjutan perlu dilakukan. Salah satu pendekatan yang dapat dilakukan adalah pemanfaatan patogen serangga, seperti Lecanicillium lecanii.

Cendawan L. lecanii telah terbukti efektif dalam mengendalikan Riptortus linearis (Fabricius) (Mulyati et al., 2023), dan Myzus persicae (Sulzer) (Hemiptera: Aphididae) (Hanan et al., 2020). Infeksi cendawan pada serangga dimulai dengan adanya kontak antara blastospora atau konidia cendawan dengan integumen serangga, kemudian terbentuk tabung kecambah (Islam et al., 2021). Tabung kecambah akan membentuk appressorium yang digunakan sebagai organ infektif penetrasi. Setelah cendawan masuk ke dalam haemocoel, cendawan akan menyebar di hemolimfa dengan membentuk hifa skunder untuk menyerang jaringan lain (Lei et al., 2021). Akibatnya, serangga mengalami kelemahan karena kekurangan nutrisi. Toksin yang dihasilkan cendawan menyebabkan kerusakan pada organ tubuh serangga sehingga akhirnya menyebabkan kematian (Mora et al., 2017).

Infeksi cendawan entomopatogen tidak hanya menyebabkan kematian, tetapi dapat mengakibatkan perubahan perilaku serangga terhadap kemampuan makan untuk menyerap nutrisi dari tanaman (Maluta et al., 2022). Infeksi cendawan entomopatogen juga dapat mengurangi kemampuan serangga untuk bertelur. Hal ini memberikan pemahaman tentang dampak jangka panjang terhadap populasi hama (Ullah et al., 2019).

Cendawan L. lecanii memiliki dua bentuk reproduksi, yaitu blastospora dan konidia. Konidia merupakan bentuk reproduksi cendawan yang dihasilkan dari pembiakan pada substrat padat, sedangkan blastospora adalah sel vegetatif yang terbentuk dari badan hifa melalui proses penu- nasan yang mana sel baru terbentuk secara seksual dan pembiakan pada substrat cair (SantAnna et al., 2023). Blastospora memiliki kemampuan untuk berkembang biak dengan cepat, mampu bertahan, dan tetap infektif dengan kondisi lingkungan hidrofilik, namun kemampuan patogenesitasnya menurun pada saat kondisi lingkungan tidak menguntungkan, seperti suhu ekstrim dan radiasi UV (Alkhaibari et al., 2016). Konidia memiliki kemampuan persistensi dan lebih toleran di lingkungan hidrofobik, namun perkembangbiakan membutuhkan waktu lebih lama dibandingkan dengan blastospora (Source Title, n.d.).

Penelitian sebelumnya telah mengungkapkan bahwa terdapat perbedaan dalam kemampuan blastospora dan konidia. Penggunaan konidia terbukti lebih efektif dibandingkan dengan penggunaan blastospora. Menurut penelitian (Khoiroh et al., 2014), penggunaan L. lecanii dengan konsentrasi 10¹⁰ konidia/ml dapat menyebabkan mortalitas pada wereng cokelat, Nilaparvata lugens Stal (Hemiptera: Delphacidae) mencapai 78,33% pada 10 hari setelah aplikasi. Namun, penelitian lain menyatakan bahwa penggunaan blastospora lebih baik dibandingkan dengan penggunaan konidia (Paula AR et al., 2021). (Keerio et al., 2020) menyatakan aplikasi cendawan L. lecanii menghasilkan perbedaan mortalitas terhadap Bemisia tabaci (Gennadius) (Hemiptera: Aleyrodidae), yaitu 72% menggunakan blastospora dan 67% menggunakan konidia. Selanjutnya, (Bernardo et al., 2018) menyatakan bahwa penggunaan blastospora Metarhizium sp. terhadap Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Araci: Ixodidae) menghasilkan mortalitas sebesar 79%, dibandingkan dengan penggunaan konidia hanya sebesar 59%. Aplikasi blastospora L. lecanii dengan kerapatan 10⁷ blastospora/ml menyebabkan mortalitas pada penggerek buah kopi, Hypothenemus hampei Ferrari (Coleoptera: Curculionidae), mencapai 25,10% setelah 15 hari aplikasi (Samsudin et al., 2020). Informasi mengenai patogenesitas L. lecanii dalam bentuk blastospora terhadap H. bradyi belum diketahui, sementara dalam bentuk konidia telah dilakukan pada Helopeltis spp. (Anggarawati, 2014). Berdasarkan hal tersebut, diperlukan pengujian patogenisitas L. lecanii terhadap H. bradyi untuk mengevaluasi kemampuan blastospora dan konidia terhadap mortalitas, serta untuk memahami dampaknya terhadap kemampuan makan dan reproduksi H. bradyi.

BAHAN DAN METODE

Tempat dan waktu penelitian

Penelitian dilaksanakan di Laboratorium Patologi Serangga, Laboratorium Biosistematika Serangga, Departemen Proteksi Tanaman, Fakultas Pertanian, IPB University, dan Laboratorium Proteksi Tanaman, Balai Penelitian Tanaman Industri dan Penyegar (BALITTRI), Parungkuda Sukabumi, mulai bulan Juni hingga Desember 2022. Penelitian dilakukan dalam kondisi laboratorium dengan rata-rata suhu 26 ^oC, kelembaban 78%, dan pada ketinggian 700 m dpl.

Rancangan penelitian

Penelitian ini menggunakan rancangan acak lengkap (RAL) dengan 10 perlakuan yang terdiri atas kerapatan blastospora L. lecanii, yaitu BL1 (2,45 × 10⁹ blastospora/ml), BL2 (2,45 × 10⁸ blastospora/ml), BL3 (2,45 × 10⁷ blastospora/ml), BL4 (2,45 × 10⁶ blastospora/ml), dan kerapatan konidia L. lecanii, yaitu KN1 (2,78 × 10⁹ konidia/ ml), KN2 (2,78 × 10⁸ konidia/ml), KN3 (2,78 × 10⁷ konidia/ml), KN4 (2,78 × 10⁶ konidia/ml), K0 (kontrol akuades), K1 (kontrol insektisida deltametrin). Penelitian diulang sebanyak 5 kali sehingga terdapat 50 unit percobaan.

Perbanyakan L. lecanii

Cendawan yang digunakan merupakan koleksi Laboratorium Proteksi Tanaman, BALITTRI. Cendawan berasal dari H. bradyi yang terinfeksi di perkebunan kakao. Cendawan direisolasi untuk meningkatkan virulensi dengan menginfeksikan cendawan tersebut pada imago H. bradyi. Setelah imago mati, bangkai serangga (cadaver) yang terinfeksi cendawan disterilkan menggunakan larutan bleach selama 30 detik, kemudian dikeringkan. Cadaver tersebut kemudian diisolasi dengan cara ditumbuhkan pada media potato dextrose agar (PDA) dan diinkubasi selama 7 hari pada suhu 25 °C hingga diperoleh biakan murni (Tambingsila & Rudias, 2015). Isolat cendawan yang sudah murni diperbanyak pada media PDA. Media PDA yang telah disterilkan dituangkan ke dalam cawan petri sebanyak 10 ml, kemudian isolat cendawan L. lecanii diinokulasi pada media tersebut dan diinkubasi selama 15 hari (Dewi et al., 2022).

Perbanyakan dan pemeliharaan H. bradyi

Serangga H. bradyi diperoleh dari kebun kakao di BALITTRI, kemudian dipelihara dan diperbanyak di laboratorium. Pemeliharaan dilakukan pada 10 stoples berdiameter 14 cm dan tinggi 18 cm yang ditutup kain kasa, masing-masing berisi 5 pasang imago H. bradyi. Mentimun (Cucumis sativus Linn) digunakan sebagai pakan dan peletakan telur yang diganti setiap hari. Mentimun yang terdapat telur dipindahkan ke stoples lain. Telur yang menetas menghasilkan generasi pertama (f1) digunakan sebagai serangga uji (Anggarawati, 2014) .

Perbanyakan blastospora L. lecanii dan persiapan suspensi

Biakan murni L. lecanii pada media PDA diperbanyak dalam bentuk blastospora meng-gunakan media potato carrot broth (PCB) dengan komposisi ekstrak kentang (20%), ekstrak wortel (20%), dan molase (5%) dengan perbandingan (1:1:1). Masing-masing 200 gram kentang dan wortel direbus dengan 1.300 ml air untuk diambil ekstraknya. Larutan molase sebanyak 50 ml dicampur dengan akuades sebanyak 950 ml. Campuran tersebut disterilisasi dalam autoklaf selama 20 menit pada suhu 121 ^oC. Sebanyak 3 liter media PCB dimasukkan ke dalam bioreaktor LiFplus GX bersama dengan 3 potongan biakan L. lecanii berdiameter 2 cm yang mengandung konidia. Larutan tersebut diaduk selama 7 hari pada suhu 23 ^oC. Jumlah blastospora dihitung dengan mengambil sebanyak 45 ml dari media dalam bioreaktor kemudian dimasukkan ke dalam microtube untuk disentrifugasi dengan kecepatan 5.000 rpm selama 5 menit. Pelet biomassa blastospora yang dihasilkan diencerkan dengan akuades. Pengenceran bertingkat dilakukandan dihitung jumlahnya menggunakan hemocytometer di bawah mikroskop Olympus BX53 dengan perbesaran 10 x 40 (Samsudin et al., 2020).

Perbanyakan konidia L. lecanii dan persiapan suspensi

Cendawan L. lecanii yang diinkubasi selama 15 hari pada media PDA kemudian ditumbuhkan pada media jagung. Sebanyak 500 g jagung dicuci bersih dan direndam selama 12 jam. Setelah ditiriskan, jagung dimasukkan ke dalam plastik dan disterilisasi menggunakan autoklaf selama 20 menit pada suhu 121 ^oC. Jagung diangkat dan didinginkan selama 10 jam. Media jagung diinokulasi dengan isolat L. lecanii dalam laminar air flow cabinet dengan menambahkan biakan L. lecanii, lalu diinkubasi selama 21 hari. Setelah itu, ditimbang sebanyak 100 gram media jagung yang telah ditumbuhi cendawan L. lecanii. Media jagung tersebut dihaluskan menggunakan mortar, kemudian ditambahkan 100 ml akuades. Larutan tersebut disaring untuk memisahkan suspensi konidia dari media jagung. Suspensi konidia kemudian dikocok menggunakan vortex selama 30 detik. Kemudian, konidia dihitung menggunakan haemocytometer di bawah mikroskop Olympus BX53 dengan perbesaran 10 × 40 hingga didapatkan kerapatan 10⁹ konidia/ml. Selanjutnya, dilakukan pengenceran bertingkat untuk memperoleh kerapatan konidia yang dibutuhkan untuk perlakuan (Anggarawati et al., 2017).

Peubah yang diamati

Mortalitas H. bradyi. Pengamatan mortalitas dilakukan dengan menghitung jumlah serangga uji yang mati akibat infeksi L. lecanii. Sebanyak 10 individu nimfa instar III digunakan pada tiap unit perlakuan. Perhitungan mortalitas H. bradyi dengan menggunakan rumus (MY, 2017) sebagai berikut:

\documentclass{article} \usepackage{amsmath} \begin{document} \displaystyle M = \frac{d}{n} \times 100\% \end{document} , dengan

M: mortalitas H bradyii (%);

d: jumlah H. bradyi yang mati pada setiap unit perlakuan;

n: jumlah keseluruhan H. bradyi pada setiap unit perlakuan.

Suspensi cendawan diaplikasikan dengan metode kontak, yaitu menyemprotkan 3 ml suspensi blastospora dan konidia (15 kali semprotan) menggunakan hand sprayer pada nimfa instar III, lalu dikeringanginkan selama 60 detik. Pada perlakuan kontrol dengan akuades, aplikasi penyemprotan menggunakan larutan akuades, sedangkan pada perlakuan kontrol insektisida sintetik, aplikasi menggunakan insektisida deltametrin dalam bentuk formulasi cair dengan melarutkan 0,375 gram dalam 15 mlakuades, kemudian diaduk hingga homogen. Setelah itu, serangga uji dipindahkan ke dalam stoples menggunakan kuas dan diberi buah mentimun sebagai pakan, kemudian stoples ditutup dengan kain kasa.

Kemampuan makan nimfa instar III H. bradyi. Kemampuan konsumsi makan H. bradyi diamati dengan menghitung jumlah tusukannya pada buah mentimun. Serangga uji yang digunakan, yaitu 10 individu nimfa instar III pada setiap unit perlakuan (Rohimatun, 2021).

Aplikasi suspensi blastospora dan konidia L. lecanii masing-masing sebanyak 3 ml per unit perlakuan (15 kali penyemprotan) dengan hand sprayer, dilakukan menggunakan metode kontak dengan penyemprotan langsung pada serangga uji, kemudian dikeringanginkan selama 60 detik. Pada perlakuan kontrol dengan akuades, aplikasi menggunakan larutan akuades, sementara pada kontrol dengan insektisida sintetik, dilakukan aplikasi insektisida deltametrin dalam bentuk formulasi cair dengan mencampur 0,375 gram dalam 15 ml air, lalu diaduk hingga tercampur. Selanjutnya serangga uji dipindahkan ke stoples menggunakan dan diberi pakan (mentimun), dan ditutup dengan kain kasa.

Kemampuan bertelur imago H. bradyi. Pengamatan kemampuan bertelur dilakukan untuk mengetahui pengaruh blastospora dan konidia L. lecanii terhadap aktivitas reproduksi dari serangga uji. Pengujian kemampuan bertelur menggunakan imago betina sebanyak 5 individu dan imago jantan sebanyak 5 individu tiap unit perlakuan. Pengamatan dilakukan terhadap jumlah telur yang diletakkan serangga uji pada buah mentimun (Rohimatun, 2021).

Aplikasi suspensi cendawan dilakukan dengan menyemprotkan suspensi blastospora dan konidia secara langsung dengan masing-masing sebanyak 3 ml (15 kali penyemprotan) menggunakan hand sprayer pada tubuh serangga uji, kemudian dikeringanginkan selama 60 detik. Pada perlakuan kontrol akuades, aplikasi dilakukan menggunakan akuades, sedangkan pada kontrol insektisida sintetik menggunakan insektisida berbahan aktif deltametrin dalam bentuk formulasi cair dengan melarutkan 0,375 gram dengan 15 ml air, dan diaduk hingga tercampur. Kemudian serangga uji dipindahkan ke dalam stoples, diberi mentimun sebagai media peletakan telur, dan ditutup dengan kain kasa.

Analisis data

Pengamatan dilakukan untuk menilai pengaruh blastospora dan konidia L. lecanii terhadap mortalitas, kemampuan makan, dan kemampuan bertelur H. bradyi. Data yang diperoleh ditabulasi dengan menggunakan Microsoft Office Excel. Untuk mengetahui pengaruh antara perlakuan dan mortalitas, kemampuan makan, serta kemampuan bertelur dilakukan analisis ragam (ANOVA). Selanjutnya perbedaan yang signifikan dilanjutkan dengan uji Tukey pada taraf nyata α = 0,05. Selain itu, analisis probit digunakan untuk menghitung nilai LC₅₀ dan LT₅₀ sehingga dapat terlihat hubungan konsentrasi atau waktu yang diperlukan untuk mencapai tingkat kematian tertentu. Analisis data dilakukan dengan menggunakan software SPSS versi 27.

HASIL

Mortalitas H. bradyi setelah aplikasi blastospora dan konidia L. lecanii

Hasil analisis ragam menunjukkan bahwa tingkatan konsentrasi blastospsora dan konidia L. lecanii berpengaruh nyata terhadap mortalitas H. bradyi. Hasil pengamatan menunjukkan pada 3 hari setelah aplikasi (HSA), mortalitas tertinggi terjadi pada perlakuan BL1 dan KN1,, yaitu sebesar 34%. Pada 7 HSA perlakuan insektisida sintetik tidak berbeda nyata dengan perlakuan KN1 (2,78 × 10⁹ kondia/ml), KN2 (2,78 × 10⁸ kondia/ml), KN3 (2,78 × 10⁷ kondia/ml), dan BL1 (2,45 × 10⁹ blastopsora/ml)Tabel 1.

Berdasarkan analisis probit perlakuan penggunaan blastospora L. lecanii menghasilkan LC₅₀ sebesar 2,20 × 10⁷ blastospora/ml, sedangkan penggunaan konidia L. lecanii memiliki LC₅₀ sebesar 6,62 × 10⁵ konidia/ml Tabel 2. Perbedaan ini menunjukkan bahwa konidia memiliki nilai LC₅₀ lebih rendah dibandingkan dengan blastospora, menunjukkan bahwa konidia L. lecanii memiliki potensi patogenik yang lebih baik dibandingkan dengan blastospora L. lecanii. Selanjutnya, nilai LT₅₀ dari blastospora L. lecanii adalah 5,73 hari, dan konidia L. lecanii adalah 4,44 hariTabel 2. Hal ini menandakan bahwa penggunaan konidia L. lecanii memiliki kemampuan lebih cepat mematikan dibandingkan dengan konidia. Seranga yang mati akibat infeksi cendawan L. lecanii ditandai dengan pertumbuhan spora berwarna putih yang tumbuh pada permukaan tubuhnyaGambar 1.

Kemampuan makan nimfa instar III H. bradyi setelah aplikasi blastospora dan konidia L. lecanii

Kemampuan makan terlihat dari bekas tusukan berbentuk bulat transparanGambar 2. Berdasarkan hasil pengamatan terlihat rata-rata tusukan terbanyak dari semua perlakuan terdapat pada kontrol akuades, yaitu 614 tusukan. Pada perlakuan blastospora dan konidia L. lecanii rata- rata tusukan terbanyak pada perlakuan BL4 (2,45 × 10⁶ blastospora/ml), yaitu 434,11 tusukan dan rata-rata tusukan terendah pada KN1 (2,78 × 10⁹ konidia/ml), yaitu 223,89 tusukan. Berdasarkan hasil perhitungan analisis ragam, didapatkan bahwa kontrol akuades berbeda nyata dengan perlakuan blastospora dan konidia L. lecanii. Hal tersebut menunjukkan bahwa aplikasi blastospora dan konidia L. lecanii dapat mengurangi kemampuan makan nimfa instar III H. bradyi, yang ditandai dengan adanya pengurangan tusukan. Pada perlakuan KN1 (2,78 × 10⁹ konidia/ml), KN2 (2,78 × 10⁸ konidia/ml), KN3 (2,78 × 10⁷ konidia/ml), dan BL1 (2,45 × 10⁹ blastospora/ml) memiliki kemampuan yang sama dalam mengurangi kemampuan makan H. bradyiTabel 3.

Tabel 1.Rata-rata mortalitas nimfa instar III Helopeltis bradyi setelah aplikasi Lecanicillium lecanii(Average mortality of third instar Helopeltis bradyi nymphs after application of Lecanicillium lecanii)

Perlakuan (/ml) (Treatment (/ml))	Rata-rata mortalitas (%) hari ke- (Average mortality (%) day to-)
	3	5	7
BL1 (2,45 × 109 blastospora/ml (blastospores/ml))	34,00 ± 27,02 a	62,00 ± 14,83 cd	78,00 ± 13,04 cde
BL2 (2,45 × 108 blastospora/ml (blastospores/ml))	30,00 ± 29,15 a	56,00 ± 18,16 cd	66,00 ± 16,73 cd
BL3 (2,45 × 107 blastospora/ml (blastospores/ml))	18,00 ± 8,36 a	36,00 ± 20,74 bc	54,00 ± 21,91 bc
BL4 (2,45 × 106 blastospora/ml (blastospores/ml))	12,00 ± 13,04 a	18,00 ± 8,36 ab	34,00 ± 16,73 b
KN1 (2,78 × 109 konidia/ml (conidia/ml))	34,00 ± 16,73 a	66,00 ± 8,94 d	86,00 ± 5,47 de
KN2 (2,78 × 108 konidia/ml (conidia/ml))	24,00 ± 8,94 a	70,00 ± 10,00 d	80,00 ± 7,07 cde
KN3 (2,78 × 107 konidia/ml (conidia/ml))	28,00 ± 17,85 a	64,00 ± 24,08 cd	76,00 ± 19,49 cde
KN4 (2,78 × 106 konidia/ml (conidia/ml))	20,00 ± 14,14 a	50,00 ± 12,25 cd	66,00 ± 20,74 cd
K1 (kontrol insektisida deltametrin) (deltamethrin insecticide control)	84,00 ± 15,16 b	100,00 ± 0,00 e	100,00 ± 0,00 e
K0 (kontrol akuades (aquades control)	0,00 ± 0,00 a	0,00 ± 0,00 a	0,00 ± 0,00 a

Tabel 2.Nilai LC₅₀ dan LT₅₀ pada hari ke-7 setelah aplikasi blastospora dan konidia Lecanicillium lecanii terhadap nimfa instar III Helopeltis bradyi(LC₅₀ and LT₅₀ values on the 7th day after application of blastospores and conidia of Lecanicillium lecanii to third instar nymphs of Helopeltis bradyi)

Perlakuan (Treatment)	LC50	LT50
Blastospora (Blastospores)	2,20 × 107 blastospora/ml (blastospores/ml)	5,73 hari (days)
Konidia (Conidia)	6,62 × 105 konidia/ml (conidia/ml)	4,44 hari (days)

Gambar 1.Serangga yang terinfeksi blastospora (A) dan konodia (B) Lecanicillium lecanii(Insect infected with blastospores (A) and conidia (B) Lecanicillium lecanii)

Gambar 2.Tusukan Helopeltis bradyi.(Puncture Helopeltis bradyi.)

Kemampuan bertelur imago H. bradyi setelah aplikasi blastospora dan konidia L. lecanii

Hasil pengamatan menunjukkan bahwa aplikasi blastospora dan konidia L. lecanii pada berbagai tingkat kerapatan berpengaruh nyata terhadap rata-rata telur yang dihasilkan oleh imago H. bardyi. Telur dihitung dengan melihat 2 benang filamen yang muncul dari permukaan mentimunGambar 3. Rata-rata telur tertinggi terdapat pada perlakuan kontrol yang menggunakan akuades, yaitu 32,70 butir, sedangkan perlakuan dengan blastospora dan konidia, rata-rata telur tertinggi terdapat pada KN4 (2,78 × 10⁶ konidia/ml), yaitu 24,75 butir. Sementara, rata-rata telur terendah terdapat pada BL1 (2,45 × 10⁹ blastospora/ml), yaitu 5,40 butir. Analisis ragam menunjukkan bahwa perlakuan blastospora tidak menunjukkan ada perbedaan nyata dibandingkan dengan perlakuan menggunakan insektisida sintetik. Hasil ini menandakan bahwa pada perlakuan BL1 (2,45 × 10⁹ blastospora/ml) dan BL2 (2,45 × 10⁸ blastospora/ml) memiliki kemampuan yang sama dengan insektisida sintetik dalam mengurangi produksi telur dari imago H. bradyiTabel 4..

PEMBAHASAN

Pada 10 jam setelah aplikasi cendawan entomopatogen terjadi perubahan tingkah laku pada H. bradyi. Terlihat berkurangnya mobilitas H. bradyi, seperti gerakannya melambat dan lebih banyak diam di tempat. Hal tersebut karena cendawan telah menginfeksi sistem saraf serangga (Bava et al., 2022). Akibatnya aktivitas makan menurun, terlihat pada saat stilet ditusukan pada pakan sangat lama untuk berpindah menusuk bagian lainnya. Hal tersebut menyebabkan serangga menjadi kekurangan energi, melemah, dan mati (LdeFC et al., 2017). Salah satu tolak ukur untuk mengetahui kemampuan patogenisitas suatu patogen serangga dilihat dari persentase kematian (mortalitas). Hasil uji mortalitas menunjukkan bahwa blastospora dan konidia L. lecanii yang diaplikasikan pada nimfa instar III H. bradyi mampu menginfeksi dan menyebabkan kematian. Kematian H. bradyi diduga dipengaruhi oleh toksin. Toksin dari L. lecanii berupa bassianolide, verttilecanin a methy ester, verttilecanin c, dan pyrrocidine b (Blaszczyk et al., 2021);(Keppanan et al., 2018) mampu menyebabkan paralisis pada tubuh serangga, yang mengakibatkan kehilangan koordinasi gerak, gangguan pada sistem saraf, pernapasan, dan pencernaan. Kondisi tersebut menyebabkan gerakan serangga uji menjadi tidak teratur dan melemah, kemudian serangga uji menjadi mati(Gao et al., 2015).

Seranga yang mati akibat infeksi cendawan L. lecanii ditandai dengan pertumbuhan spora berwarna putih yang tumbuh pada permukaan tubuhnyaGambar 1 ;Gambar 2. Aplikasi L. lecanii dalam bentuk konidia cenderung menghasilkan mortalitas yang lebih tinggi dibandingkan dengan blastospora. Perbedaan tingkat mortalitas antara penggunaan blastospora dan konidia dipengaruhi oleh permukaan kutikula serangga yang berperan sebagai tempat untuk penempelan, perkecambahan, dan penetrasi cendawan L. lecanii ke dalam tubuh serangga. Permukaan kutikula serangga dibentuk oleh lapisan lipid yang menjadikananya hidrofobik (Pedrini, 2018)(Zhu et al., 2023)(Zhang et al., 2023)(Hasan et al., 2013). Cendawan L. lecanii mampu memproduksi enzim ekstraseluler kitinase, protease, amilase, dan lipase (Hasan et al., 2013);(Mondal et al., 2016);(Ritika & N, 2021). Perbedaan kandungan senya wa kimia mempengaruhi patogenesitas dari L. lecanii. (Alkhaibari et al., 2016)menyatakan bahwa persentase protease pada blastospora sebesar 17,55%, sedangkan pada konidia sebesar 66,38%.

Adanya perbedaan kemampuan blastospora dan konidia dalam mematikan serangga telah dilaporkan oleh beberapa peneliti. Berdasarkan penelitian (Hussain et al., 2021) dilaporkan bahwa Diaphorina citri Kuwayama yang terinfeksi cendawan Cordyceps javanica menyebabkan mortalitas 91% dengan 10⁷ blastospora/ml dan 97% dengan 10⁷ konidia/ml setelah 6 hari aplikasi. Selain itu, (Moslim & Kamarudin, 2014) mencatat bahwa cendawan Metarhizium anisopliae yang diinfeksi pada larva Oryctes rhinoceros (Linnaeus) dengan konsentrasi 10⁶ konidia/ml menghasilkan mortalitas sebesar 91%, sedangkan dengan konsentrasi 10⁶ blastospora/ ml menghasilkan mortalitas sebesar 65% setelah 10 hari aplikasi. (Morales-reyes et al., 2018) menyatakan bahwa konidia cendawan B. bassiana menunjukkan virulensi yang lebih tinggi dibandingkan blastospora pada konsentrasi 10⁸ yang diaplikasikan pada imago D. citri. Setelah 8 hari aplikasi, mortalitas mencapai 97,7% dengan penggunaan konidia dan 94,4% dengan blastospora.

Berdasarkan nilai LC₅₀ dan LT₅₀, penggunaan konidia terbukti lebih efektif dibandingkan dengan penggunaan blastospora. Konsentrasi blastospora dan konidia yang dibutuhkan untuk mencapai 50% mortalitas nimfa instar III H. bradyi adalah masing-masing sebesar 2,20 × 10⁷ blastospora/ml dan 6,62 × 10⁵ konidia/ml. Hal ini menunjukkan bahwa konidia memiliki potensi patogenik lebih tinggi dibandingkan dengan blastospora karena konsentrasi yang dibutuhkan mortalitas 50% lebih rendah daripada blastospora. Hal yang sama terlihat pada LT₅₀, konidia menunjukkan waktu yang lebih singkat dibandingkan dengan blastospora. Konidia membutuhkan waktu 4,44 hari, sedangkan blastospora membutuhkan waktu 5,73 hari. Perbedaan ini disebabkan oleh kemampuan konidia yang lebih cepat dalam menyebabkan kematian dibandingkan dengan blastospora.

Aplikasi blastospora dan konidia L. lecanii dapat mengurangi kemampuan makan H. bradyi, terlihat dari berkurangnya tusukan yang dihasilkan, yang ditandai dengan bekas tusukan berbentuk bulat transparanGambar 3. Berkurangnya tusukan disebabkan oleh adanya toksin_V3450 dan toksin_Vp28 yang dihasilkan oleh L. lecanii (Zhang et al., 2023). Dari hasil pengamatan, aplikasi konidia L. lecanii menghasilkan tusukan yang lebih sedikit, hal ini karena terdapat perbedaan mekanisme perubahan fisiologi serangga. Aplikasi konidia L. lecanii cenderung menimbulkan dampak yang relatif kecil pada organ pencernaan internal. Konidia dapat menghambat pembentukan enzim pencernaan sehingga kemampuan serangga dalam mengolah makanan akan menurun (Zhu et al., 2023);(Soliman et al., 2022), sedangkan blastospora memiliki kemampuan langsung dalam menyebabkan kelainan pada organ pencernaan dengan merusak strukturnya sehingga menurunkan fungsionalnya (Intodia et al., 2019). Infeksi blastospora dapat memengaruhi peristaltik, yaitu gerakan otot yang mendorong makanan melalui saluran pencernaan sehingga mengganggu proses pencernaan dan menyebabkan serangga kekurangan energi untuk mencari makan (Nada et al., 2022).

Berdasarkan penelitian(Moyo et al., 2021), Lecanicillium muscarium menghasilkan perubahan perilaku makan pada B. tabaci dengan berkurangnya persentase tusukan hingga 74,1%. Selanjutnya, (Anggreiani, 2018) mencatat bahwa aplikasi L. lecanii dengan konsentrasi 10⁹konidia/ml dapat menghambat perilaku makan Phyllotreta striolata (Fabricius) sebesar 53,95%. Penelitian lain oleh (Zhang et al., 2023) menunjukkan bahwa toksin_V3450 dan toksin_Vp28 dari L. lecanii bersifat penolak makan terhadap B. tabaci,dengan nilai ekskresi embun madu mencapai 0,74 mm² dengan toksin_V3450 dan 0,71 mm² dengan toksin_Vp28, dibandingkan dengan kontrol yang mencapai 2,96 mm²Blastospora L. lecanii memiliki kemampuan yang lebih baik dibandingkan dengan konidia dalam mengurangi telur dari H. bradyi. Telur yang diletakkan dicirikan berbentuk bulat dan terdapat 2 benang filamen (Navik et al., 2019). Blastospora cendawan L. lecanii menyebabkan gangguan langsung pada organ reproduksi, seperti kerusakan dinding ovarium pada imago betina sehingga menjadi kehilangan bentuk (Marzouk et al., 2020). Kerusakan ovarium menghambat perkembangan oosit sehingga mempengaruhi telur yang dihasilkan imago betina(Sanchez-Roblero et al., 2012).

Serangga yang terinfeksi konidia menimbulkan dampak tidak langsung pada kemampuannya untuk menghasilkan telur. Ini terjadi karena terganggunya sistem saraf serangga (Lei et al., 2021). Gangguan pada sistem saraf dapat memengaruhi hormon reproduksi pada jantan maupun betina (Khalid et al., 2021). Hal ini mengakibatkan ketidakseimbangan dalam pelepasan hormon gonadotropik sehingga tertundanya kematangan oosit (Wu et al., 2020). Sistem syaraf memiliki peran penting dalam mengatur aktivitas termasuk kemampuan reproduksi. Serangga yang sudah terinfeksi akan mengalami kekurangan nutrisi dan energi sehingga serangga tersebut mengurangi telur yang dihasilkan untuk memperpanjang umur hidupnya (Putra et al., 2013).

Berdasarkan penelitian yang dilakukan oleh (Bernardo et al., 2018), imago Rhipicephalus microplus (Canestrini) yang diaplikasikan dengan Beauveria basssiana dalam bentuk blastospora pada konsentrasi 10⁷ menghasilkan rata-rata 19,83 butir telur, sementara aplikasi dalam bentuk konidia dengan konsentrasi yang sama menghasilkan rata-rata 43,35 butir telur. Sebagai perbandingan, perlakuan kontrol menghasilkan rata-rata 52,04 butir telur. Selanjutnya, (Anggreiani, 2018) dalam penelitiannya menemukan bahwa L. lecanii dengan konsentrasi 10⁹ konidia/ml menghasilkan 103,67 butir telur pada Phyllotreta striolata, dibandingkan dengan kontrol menghasilkan 205 butir. Lebih lanjut (Putra et al., 2013) menyatakan bahwa aplikasi konidia L. lecanii dengan konsentrasi 10⁸/ml pada imago B. tabaci menghasilkan rata-rata 17,79 butir telur, sedangkan kontrol menghasilkan 173,96 butir telur.

Penelitian ini memberikan informasi mengenai kemampuan blastospora dan konidia L. lecanii dalam memengaruhi mortalitas, kemampuan makan, dan kemampuan bertelur H. bradyi. Efek mortalitas yang dihasilkan dapat membantu petani untuk memahami bahwa aplikasi blastospora dan konidia mampu mengendalikan populasi H. bradyi. Penurunan kemampuan makan H. bradyi juga berdampak positif terhadap perlindungan tanaman dari serangan hama. Demikian pula, penurunan kemampuan bertelur memengaruhi jumlah keturunan sehingga dapat mengontrol dinamika populasi hama tetap rendah. Implementasi hasil penelitian ini diharapkan dapat membantu petani dalam mengelola populasi H. bradyi untuk meningkatkan produktivitas tanaman teh.

Tabel 3.Rata-rata jumlah tusukan nimfa instar III H. bradyi setelah aplikasi Lecanicillium lecanii pada 7 hari setelah aplikasi(The average number of punctures by third instar nymphs of H. bradyi after the application of Lecanicillium lecanii at 7 days after treatment (DAT))

Perlakuan (Treatment)	Rata-rata tusukan per sepuluh individu (Average punctures per ten individuals)
BL1 (2,45 × 109 blastospora/ml (blastospores/ml))	304,09 ± 62,02 bcd
BL2 (2,45 × 108 blastospora/ml (blastospores/ml))	335,77 ± 51,26 cde
BL3 (2,45 × 107 blastospora/ml (blastospores/ml))	387,40 ± 30,35 de
BL4 (2,45 × 106 blastospora/ml (blastospores/ml))	434,11 ± 34,56 e
KN1 (2,78 × 109 konidia/ml (conidia/ml))	223,89 ± 28,52 b
KN2 (2,78 × 108 konidia/ml (conidia/ml))	268,83 ± 22,86 bc
KN3 (2,78 × 107 konidia/ml (conidia/ml))	292,31 ± 70,64 bcd
KN4 (2,78 × 106 konidia/ml (conidia/ml))	328,69 ± 43,41 cd
K1 (kontrol insektisida deltametrin (deltamethrin insecticide control))	46,54 ± 8,12 a
K0 (kontrol akuades (aquades control))	614,0 ± 74,24 f

Gambar 3.Telur Helopeltis bradyi.(Eggs of Helopeltis bradyi)

Tabel 4.Rata-rata jumlah telur yang dihasilkan dari imago Helopeltis bradyi setelah aplikasi Lecanicillium lecanii(The average number of eggs produced by Helopeltis bradyi adults after the application of Lecanicillium lecanii)

Perlakuan (Treatment)	Rata-rata butir per lima imago betina (Average number of eggs per five females)
BL1 (2,45 × 109 blastospora/ml (blastospores/ml))	5,40 ± 1,77 a
BL2 (2,45 × 108 blastospora/ml (blastospores/ml))	10,35 ± 6,09 abc
BL3 (2,45 × 107 blastospora/ml (blastospores/ml))	14,70 ± 3,15 bcd
BL4 (2,45 × 106 blastospora/ml (blastospores/ml))	19,25 ± 1,55 cde
KN1 (2,78 × 109 konidia/ml (blastospores/ml))	16,65 ± 4,31 bcde
KN2 (2,78 × 108 konidia/ml (conidia/ml))	17,15 ± 2,99 bcde
KN3 (2,78 × 107 konidia/ml (conidia/ml))	21,65 ± 1,63 de
KN4 (2,78 × 106 konidia/ml (conidia/ml))	24,75 ± 3,51 ef
K1 (kontrol insektisida deltametrin (deltamethrin insecticide control))	9,95 ± 1,72 ab
K0 (kontrol akuades (aquades control))	32,70 ± 9,03 f

KESIMPULAN

Cendawan L. lecanii dalam bentuk blastospora dan konidia terbukti efektif menginfeksi dan mematikan nimfa maupun imago H. bradyi. Tingkatan konsentrasi dapat memengaruhi kemampuan patogenesitas cendawan L. lecaniiterhadap H. bradyi. Patogenesitas L. lecanii menunjukkan hasil terbaik pada konidia dengan konsentrasi 2,78 × 10⁹, yang menyebabkan mortalitas 86% pada nimfa instar III H. bradyi, dan menghasilkan penurunan aktivitas makan yang signifikan dengan 223,89 tusukan. L. lecaniidalam bentuk blastospora dengan konsentrasi 2,45 × 10⁹ menyebabkan mortalitas sebesar 78% dengan aktivitas makan sebanyak 304,09 tusukan. Pada kontrol menggunakan akuades, aktivitas makan nimfa instar III H. bradyi mencapai 614 tusukan. Konidia L. lecanii memiliki kemampuan patogenik yang lebih tinggi dibandingkan dengan blastospora, dengan nilai LC₅₀ sebesar 6,62 × 10⁵ konidia/ml dan nilai LT₅₀ sebesar 4,44 hari. Dalam hal reproduksi, blastospora L. lecanii menunjukkan hasil yang paling baik dengan rata-rata produksi telur H. bradyi sebanyak 5,40 butir.

References

1. MY AlAnshori. Institut Pertanian Bogor: Bogor; 2017.
2. Alkhaibari A.M., Carolino A.T., Bull J.C., Samuels R.I., Butt T.M.. Differential pathogenicity of Metarhizium blastospores and conidia against larvae of three mosquito species. Journal of Medical Entomology. 2016; 54:696-704. DOI
3. Anggarawati S.H.. Institut Pertanian Bogor: Bogor; 2014.
4. Anggarawati S.H., Santoso T., Anwar R.. Penggunaan cendawan entomopatogen Beauveria bassiana (Balsamo) Vuillemin dan Lecanicillium lecanii (Zimm) Zare & Gams untuk mengendalikan Helopeltis antonii sign (Hemiptera: Miridae. Jurnal Silvikultur Tropika. 2017; 8:197-202. DOI
5. Anggreiani Y.. Chrysomelidae: Coleoptera; 2018.
6. Asmara D.T., Murti R.H., Afifah E.N.. Evaluation of Resistant Tea (Camellia sinensis L.) Clones Against Helopeltis bradyi. Journal of Agricultural Science. 2021; 43:518-525. DOI
7. Bava R., Castagna F., Piras C., Musolino V., Lupia C., Palma E., Britti D., Musella V.. Entomopathogenic fungi for pests and predators control in beekeeping. Journal of Veterinary Science. 2022; 9:1-21. DOI
8. Bernardo C.C., Barreto L.P., Silva C., SReLuz C., Arruda W., Fernandes E.K.K.. Conidia and blastospores of Metarhizium spp. and Beauveria bassiana s.l.: Their development during the infection process and virulence against the tick Rhipicephalus microplus. Ticks and Tick-borne Diseases. 2018; 9:1334-1342. DOI
9. Blaszczyk L., Waskiewicz A., Gromadzka K., Mikolajczak K., Chelkowski J.. Sarocladium and Lecanicillium associated with maize seeds and their potential to form selected secondary metabolites. Biomolecules. 2021; 11(98)DOI
10. Paula ARLEI Silva, A Ribeiro, SIlva GACP Silva, T MButt, R Ian Samuel. Metarhizium anisopliae blastospores are highly virulent to adult Aedes aegypti, an important arbovirus vector. Parasites & Vectors. 2021; 14:1-10. DOI
11. Dewi P.K., Afifah L., Surjana T., Kurniati A.. Infeksi cendawan entomopatogen Lecanicillium lecanii terhadap mortalitas hama penggerek ubi jalar Cylas formicarius. Jurnal Agroplasma. 2022; 2:231-238. DOI
12. Gao Y., Xie Y.P., Xiong Q., Liu W.M., Xue J.L.. Ultrastructural exploration on the histopathological change in Phenacoccus fraxinus infected with Lecanicillium lecanii. Plos One. 2015; 10:1-9. DOI
13. Hanan A., T Nazir, Basit A., Ahmad S., Qiu D.. Potential of Lecanicillium lecanii (Zimm.) as a microbial control agent for green peach aphid, Myzus persicae (Sulzer) (Hemiptera: Aphididae. Pakistan Journal of Zoology. 2020; 52:131-137. DOI
14. Hasan S., Ahmad A., Purwar A., Khan N., Kundan R., Gupta G.. Production of extracellular enzymes in the entomopathogenic fungus Verticillium lecanii. Bioinformation. 2013; 9:238-242. DOI
15. Hussain M., Avery P.B., Zhu W., Pitino M., Arthurs S.P., Wang L., Qiu D., Mao R.. Pathogenicity of Cordyceps javanica (Hypocreales: Cordycipita-ceae) to Diaphorina citri (Hemiptera: Liviidae) adults, with ultrastructural observations on the fungal infection process. Agronomy. 2021; 11:1-12. DOI
16. Horowitz A.R., Ghanim M., Roditakis E.. Insecticide resistance and its management in Bemisia tabaci species. Journal of Pest Science. 2020; 93:893-910. DOI
17. Intodia A., Prasad A., Veerwal B.. Histopathology of Beauveria bassiana (Balsamo) Vuillemin, an entomopathogenic fungus, infection in the midgut of termite, Odontotermes obesus (R.) Worker. International Journal of Recent Scientific Research. 2019; 10(34)
18. Islam W., Adnan M., Shabbir A., Naveed H., Abubakar Y.S., Qasim M., M Tayyab, Noman A., Nisar M.S., Khan K.A., Ali H.. Insect-fungal-interactions: A detailed review on entomopathogenic fungi pathogenicity to combat insect pests. Microbial Pathogenesis. 2021; 159:1-16. DOI
19. Keerio A.U., Nazir T., Abdulle Y.A., Jatoi G.H., Gadhi M.A., Anwar T., Sokea T., Qiu D.. In vitro pathogenicity of the fungi Beauveria bassiana and Lecanicillium lecanii at different temperatures against the whitefly, Bemisia tabaci (Genn.) (Hemiptera: Aleyrodidae. Egyptian Journal of Biological Pest Control. 2020; 30:1-9. DOI
20. Keppanan R., Sivaperumal S., Hussain M., Dash C.K., Banisile B.S., Qasim M., Wang L.. Investigation and molecular docking studies of Bassianolide from Lecanicillium lecanii against Plutella xylostella (Lepidoptera: Plutellidae. Comparative Biochemistry and Physiology Part C: Toxicology & Pharmacology. 2018; 207:65-72. DOI
21. Khalid M.Z., AHmad S., Ngegba P.M., Zhong G.. Role of endocrine system in the regulation of female insect reproduction. Biology. 2021; 10:1-12. DOI
22. Khoiroh F., Isnawati Faizah, U.. Patogenitas cendawan entomopatogen (Lecanicillium lecanii) sebagai bioinsektisida untuk pengendalian hama wereng coklat secara in vivo. LenteraBio: Berkala Ilmiah Biologi. 2014; 3:114-121.
23. Lei Y., Hussain A., Guan Z., Wang D., Jaleel W., Lyu L., He Y.. Unraveling the mode of action of Cordyceps fumosorosea: Potential biocontrol agent against Plutella xylostella (Lepidoptera: Plutellidae. Insects. 2021; 12:1-15. DOI
24. Navik O., Godase S.K., Mehendale S.K.. Biology of Helopeltis antonii Signoret and Pachypeltis measarum Kirkaldy (Hemiptera: Miridae) on cashew. Journal of Entomological Research. 2019; 43:319-324. DOI
25. Maluta N., Castro Lopes, J.R.S.. Entomopa-thogenic fungus disrupts the phloem-probing behavior of Diaphorina citri and may be an important biological control tool in citrus. Scientific Reports. 2022; 12:1-10. DOI
26. Marzouk A.S., Swelim H.H., Ali A.A.B.. Ultrastructural changes induced by the entomo-pathogenic fungus Beauveria bassiana in the ovary of the tick Argas (Persicargas) persicus (Oken. Ticand Tick-borne Diseases. 2020; 11:1-8. DOI
27. Mondal S., Baksi S., Koris A., Vatai G.. Journey of enzymes in entomopathogenic fungi. Pacific Science Review A: Natural Science and Engineering. 2016; 18:85-99. DOI
28. Morales-reyes C., Mascarin G.M., Jackson M.A., Hall D., Sanches-pena S., Sp Arthurs. Comparison of aerial conidia and blastospores from two entomopathogenic fungi against Diaphorina citri (Hemiptera: Liviidae) under laboratory and greenhouse conditions. Biocontrol Science and Technology. 2018; 28:737-749. DOI
29. Mora M.A.E., Castilho A.M.C.C., Fraga M.E.. Classification and infection mechanism of entomopathogenic fungi. Arquivos do Instituto Biologico. 2017; 84:1-10. DOI
30. Moslim R., Kamarudin N.. The use of palm kernel cake in the production of conidia and blastospores of Metarhizium anisopliae var. major for control of Oryctes rhinoceros. Journal of Oil Palm Research. 2014; 26:133-139.
31. Moyo D., Ishikura S., Rakotondrafara A., Clayton M., Kinoshota R., Tani M., Koike M., Aiuchi D.. Behabior Change of Bemisia tabaci and Trialeurodes vaporariorum (Hemiptera: Aleyrodidae) infected by Lecanicillium muscarium (Hypocreales: Cordycipitaceae. Applied Entomology and Zoology. 2021; 56:327-336. DOI
32. Mulyati Y., Zubaidah S., Prayogo Y.. Efficacy of bio-pesticide Lecanicillium lecanii against soybean-sucking bugs Riptortus linearis during field application. Biodiversitas. 2023; 24:4829-4836. DOI
33. Nada M.S., Gad A.A., Soliman A.M.. Histological changes in the adult seed bug, Graptostethus servus (Hemiptera: Lygaeidae) treated with the entomopathogenic fungus, Beauveria bassiana (Ascomycota: Hypocreales. Egyptian Academic Journal of Biological Sciences (A.Entomology. 2022; 15:15-25. DOI
34. Pedrini N.. Molecular interactions between entomopathogenic fungi (Hypocreales) and their insect host: perspectives from stressful cuticle and hemolymph battlefields and the potential of dual RNA sequencing for future studies. Fungal Biology. 2018; 112:538-545. DOI
35. Putra G.M., Hadiastono T., Afandhi A., Prayogo Y.. Patogenesitas jamur entomopatogen Lecanicillium lecanii (Deuteromycotina; Hyphomycetees) terhadap Bemisia tabacia (G.) sebagai vektor virus cowpea mild mottle virus (CMMV) pada tanaman kedelai. Jurnal Hama dan Penyakit Tanaman. 2013; 1:27-39.
36. Rahmah N.N., Sartiami D., Kusumah R.Y.M.. Diversity and population dynamics of pest in Sambawa tea plantation, West Java. IOP Conference Series: Earth and Environmental Science. 2023; 1208(012025)DOI
37. Rani L., Thapa K., Kanojia N., Sharma N., Singh S., Grewal A.S., Srivastav A.L., Kaushal J.. An extensive review on the consequences of chemical pesticides on human health and environment. Journal of Cleaner Production. 2021; 283(124657)DOI
38. LdeFC Ribeiro, J Tavares, SAV Silva, LFAA Alvez, EA Loth, Brancalhão. Infection of silkworm larvae by the entomopathogenic fungus Metarhizium anisopliae. Ciencia Rural. 2017; 47:1-5. DOI
39. Ritika Joshi N., N Sharma. Chitinase enzyme activity and pathogenicity of Lecanicillium lecanii against mustard aphid Lipaphis erysimi (Kalt. Indian Journal of Entomology. 2021; 84:833-836. DOI
40. Rohimatun. Miridae: Hemiptera; 2021.
41. Samsudin Khaerati, G Indriati, AD Hapsari. Kemampuan blastospora Paecilomyces fumosoroseus, Metarhizium anisopliae dan Lecanicillium lecanii dalam menginfeksi kumbang Hypothenemus hampei. Jurnal Tanaman Industri dan Penyegar. 2020; 7:79-188. DOI
42. Sanchez-Roblero D., Huerta-Palacios G., Valle J., Gomez J., Toledo J.. Effect of Beauveria bassiana on the ovarian development and reproductive potential of Anastrepha ludens (Diptera: Tephritidae. Biocontrol Science and Technology. 2012; 22:1075-1091. DOI
43. SantAnna I.N., Mota Lopes E.C., Lira A.C., Poletto T.B., Fonceca L.Z., Delalibera Junior I.. Comparative analysis of Beauveria bassiana submerged conidia with blastospores: yield, growth kinetics, and virulence. Biological Control. 2023; 185(105314)DOI
44. Sari N.M., Wijonarko A., Wagiman F.X.. The vertical distribution of Helopeltis bradyi and Oxyopes javanus on tea. Jurnal Perlindungan Tanaman Indonesia. 2019; 23:125-132. DOI
45. Soliman A.M., Nada M.S., Gad A.A.. Evaluation the effects of the entomopathogenic fungus Beauveria bassiana (Ascomycota: Hypocrales) on some histological and physiological parameters for the green bug Nezara viridula (L.) (Hemiptera: Pentatomidae. Alexandria Science Exchange Journal. 2022; 43:229-238. DOI
46. Tambingsila M., Rudias. Isolasi dan identifikasi cendawan berguna asal poso potensinya sebagai agens pengendali serangga hama. Jurnal AgroPet. 2015; 12:23-30.
47. Ullah M.I., Altaf N., Afzal M., Arshad M., Mehmood N., Riaz M., Majeed S., Ali S., Abdullah A.. Effects of entomopathogenic fungi on the biology of Spodoptera litura (Lepidoptera: Noctuidae) and its reduviid predator, Rhynocoris marginatus (Heteroptera: Reduviidae. International Journal of Insect Science. 2019; 11:1-7. DOI
48. Walton A., Tumulty J.P., Toth A.L., Sheehan M.J.. Hormonal modulation of reproduction in Polistes fuscatus social wasps: Dual functions in both ovary development and sexual receptivity. Journal of Insect Physiology. 2020; 120:1-7. DOI
49. Wang L., Huang J., You M., Guan X., Liu B.. Toxicity and feeding deterrence of crude toxin extracts of Lecanicillium (Verticillium) lecanii (Hyphomycetes) against sweet potato whitefly, Bemisia tabaci (Homoptera: Aleyrodidae. Pest Management Science. 2007; 63:381-387. DOI
50. Wu J., Ge L., Liu F., Song Q., Stanley D.. Pesticide-induced planthopper population resurgence in rice cropping systems. Annual Review of Entomology. 2020; 65:409-429. DOI
51. Zhang J.-G., Xu S.-Y., Ying S.-H., Feng M.-G.. Only one of three hydrophobins (Hyd1–3) contributes to conidial hydrophobicity and insect pathogenicity of Metarhizium robertsii. Journal of Invertebrate Pathology. 2023; 201(108006)DOI
52. Zhu G., Ding W., Zhao H., Xue M., Chu P., Jiang L.. Effects of the entomopathogenic fungus Mucor hiemalis BO-1 on the physical functions and transcriptional signatures of Bradysia odoriphaga larvae. Insects. 2023; 14:1-16. DOI